摘要：肠道微生物与宿主的新陈代谢有关，但具体机制仍有待揭示。神经酰胺是一种鞘脂（SLs），与从胰岛素抵抗（IR）到肝脏脂肪变性等一系列代谢紊乱的发生有关。鞘脂可从饮食中获取，也可在哺乳动物组织中从头合成。哺乳动物 SLs 的另一个潜在来源是肠道微生物组/肠道菌群的类

肠道微生物与宿主的新陈代谢有关，但具体机制仍有待揭示。神经酰胺是一种鞘脂（SLs），与从胰岛素抵抗（IR）到肝脏脂肪变性等一系列代谢紊乱的发生有关。鞘脂可从饮食中获取，也可在哺乳动物组织中从头合成。哺乳动物 SLs 的另一个潜在来源是肠道微生物组/肠道菌群的类杆菌属（Bacteroidetes），类杆菌及其近缘种的基因组编码丝氨酸棕榈酰反式酶（SPT），使它们能够产生SLs。给小鼠施用B. thetaiotaomicron菌可减少新产生的 SLs，并增加肝脏神经酰胺的水平。这些结果表明，源自肠道的细菌SLs会影响宿主的脂代谢。

鞘脂的详细综述见之前的两篇文章:

1. 鞘脂：“千变万化”的信号调节剂

2. 鞘脂平衡的调控

鞘脂（SLs）是哺乳动物体内重要的结构和生物活性信号分子，在代谢紊乱的发展过程中发挥着重要作用。神经酰胺是鞘脂的一种亚型，是胰岛素抵抗（IR）中研究最深入的鞘脂。在动物模型中，减少肝脏中的Cer(d18:1/16:0)可缓解胰岛素抵抗，药物抑制肠道中神经酰胺相关途径可改善葡萄糖稳态。在人群中，一些研究将肝脏或血浆中神经酰胺的水平与 IR 联系起来。各组织中神经酰胺水平的调节依赖于多种信号通路，并受到神经酰胺的从头合成、再循环和肠道摄取的严格控制。膳食 SLs 是宿主外源性 SLs 的重要来源，可影响胆固醇吸收、肝脏脂质积累、肥胖和胰岛素敏感性。膳食 SLs 对代谢紊乱的部分影响可归因于这些脂质改变肝神经酰胺水平的能力。

类杆菌门的肠道细菌也会产生 SLs，其中包括常见的菌属（即 Bacteroides、Prevotella 和 Porphyromonas），它们平均占人类肠道微生物组的 30-40%。这些肠道微生物群中的重要成员具有必要的丝氨酸棕榈酰基转移酶（SPT），它负责从头合成 SL 的第一步。细菌既能产生奇数链的鞘氨醇（Sa - d17:0），也能产生偶数链的Sa（d18:0），它们与哺乳动物的偶数链Sa（d18:0）相似或相同。细菌衍生的 SLs 已被证明能向结肠中与炎症相关的通路发出信号，但对其影响宿主脂质代谢通路的能力却一无所知。

通过细胞培养发现类细菌 SLs 可被哺乳动物 SLs 代谢途径吸收和处理。在无菌小鼠体内进行单核培养时，可以在小鼠肠道上皮组织中观察到来自多形拟杆菌(Bacteroides thetaiotaomicron, B. theta)细胞的脂质。与单株 SPT 缺失的 B. theta 菌株相比，与 WT B. theta 菌株结合会导致肝脏 SLs 增加。与 SPT 突变株相比，口服补充 WT B. theta 会降低新生神经酰胺的产生率。此外，在饮食诱导的 IR 小鼠中，与 SPT 突变体相比，补充 WT B. theta 可提高肝神经酰胺水平。这些发现共同表明，肠道中产生的乳杆菌-SLs提供了一种影响宿主脂质稳态的内源性SLs来源。

人上皮细胞摄取和处理细菌鞘脂

为了研究细菌SLs影响宿主肝脏SLs平衡的潜力，首先要确定人类上皮细胞是否能吸收和处理细菌SLs。给 Caco-2 细胞补充了 Sa（d18:0）以刺激新的 SLs 合成，然后给细胞施加了不同量的 Sa（d17:0）（图 1a）。细菌（d17:0）和宿主细胞（d18:0）产生的 Sa 链长不同，因此可以在培养过程中对它们进行区分。Caco-2 细胞在加入培养基 1 小时内就吸收了 Sa（d17:0）（图 1c），Sa（d18:0）含量增加（图 1d），表明添加 Sa（d17:0）导致通过合成途径的 Sa（d18:0）通量减少，鞘氨醇-1-磷酸（d17:0）水平的增加（图 1e）与添加的 Sa（d17:0）水平相称，表明鞘氨醇激酶作用于细菌样 Sa。鞘氨醇-1-磷酸（d18:0）的增加，这可能是细胞处理 Sa（d18:0）积累的一种机制（图 1f）。随着 Sa (d17:0) 转化为 So (d17:1)，Sa (d17:0) 通过从头合成途径进入复合 SLs（图 1g）。So（d18:1）的水平随着 Sa 的加入而上升，直至达到一个点，然后 So（d18:1）的合成量下降（图 1h）。二氢神经酰胺（d18:0/16:0）（图 1i）和神经酰胺（d18:1/16:0）（图 1j）的水平下降，这表明 C18 长链碱基神经酰胺的生成受到了全面抑制（在较低浓度下也能观察到；补充图 1A、B）。这些结果表明，虽然较短的细菌样 Sa（d17:0）由 SLs代谢途径处理，但 Sa（d18:0）的处理却减少了，导致 Sa（d18:0）的积累。

a 实验图示：用 5 μM 的 Sa（d18:0）刺激 Caco-2 细胞，并用浓度不断增加的 Sa（d17:0）。 b. SL 从头合成途径。SPT（丝氨酸棕榈酰基转移酶）、3-KDSR（3-酮二氢木犀草苷还原酶）、CERS（神经酰胺合成酶）、DES（去饱和酶）、SK（鞘脂激酶）。c-j 在增殖的 Caco-2 细胞中加入 5 μM Sa (d18:0)诱导 SL 合成，然后给细胞注射浓度不断增加（5、10、50 μM）的 Sa (d17:0)，以监测 Sa (d17:0) 通过 SL 合成途径抑制 C18 碱长 SL 通量的能力。c-j分别为：（c）Sa（d17:0），（d）Sa（d18:0），（e）鞘氨醇-1-磷酸（Sa1P）（d17:0），（f）Sa1P（d18:0），（g）So（d17:1）和（h）So（d18:1）（i）二氢神经酰胺（d18:0/16:0），（j）神经酰胺（d18:1/16:0）。k. 含有[U-13C,15N]-丝氨酸（红色）以识别新合成的 SLs 的示意图。在培养基中加入[U-13C,15N]-丝氨酸，通过 LC-MS 监测[U-13C,15N]-丝氨酸掺入新合成的 SLs 所产生的[M + 3]同位素。添加 Sa (d17:0)是为了确定这种代谢物是否会减少具有 C18 长度鞘氨醇碱的 SL 的从头合成。在添加[U-13C,15N]-丝氨酸 60（T60）和 120 （T120）分钟后，测量(l) 神经酰胺（d18:1/16:0）和(m) 神经酰胺（d18:1/24:1）的[U-13C,15N]-丝氨酸掺入百分比。

细菌 SLs 抑制哺乳动物 SLs 的加工

为了进一步检验细菌SLs对宿主从头合成SLs的影响，用[U-13C,15N]标记的丝氨酸培养细胞，以监测新合成的SLs。新合成的SLs数量减少表明Sa（d17:0）抑制了C18碱基SL的合成（见图1k示意图）。检测了[U-13C,15N]丝氨酸与新合成的神经酰胺（d18:1/24:1）和神经酰胺（d18:1/16:0）的结合。在补充了同位素标记的丝氨酸的培养基中培养两小时结束时，SL 由 ~24% 新合成的神经酰胺（d18:1/24:1）（图 2l）和 ~9% 新合成的神经酰胺（d18:1/16:0）（图 2m）组成。然而，当培养基中添加 Sa（d17:0）时，SLs 中只有 ~6% 的新合成神经酰胺（d18:1/24:1）（图 2l）和 ~3% 的新合成神经酰胺（d18:1/16:0）（图 2m）。这些观察结果表明，向 Caco-2 细胞中添加 Sa (d17:0) 可抑制 C18 碱 SLs 从头合成途径的通量。总之，这些结果表明：(i) Sa (d17:0) 可被人类肠道上皮细胞吸收，然后(ii) 被哺乳动物 SL 加工途径代谢，同时(iii) 抑制哺乳动物 C18 碱 SLs 的产生。

a. 将棕榈酸（PAA）掺入复合 SL 中，可使用叠氮化物（N3）共轭荧光团（Alexa Fluor 647）对源于细菌的脂质进行荧光检测。b. BTWT 与 SLMUT 中 PAA 的代谢。SPT，丝氨酸棕榈酰基转移酶。c. 跨孔共培养系统示意图，显示 PAA 衍生物从上孔的细菌细胞转移到下孔的 Caco-2 细胞。d. 共焦图像显示在用 PAA 培养的 BTWT 细胞中检测到的炔基标记脂质（红色 - Alexa Fluor 647；通过点击化学法检测）。标尺为 20 μm。暴露于（e）细胞培养基（f）BTWT-PAA 或（G）SLMUT-PAA 6 小时后，下部 transwell 中 Caco-2 细胞的共聚焦显微镜图像。e-g. 烷基标记脂质由 Alexa Fluor 647（红色）检测，DNA 由 DAPI（蓝色）染色。图片代表三个独立实验。f 热图显示 BTWT 和 SLMUT 在 Caco-2 细胞 transwell 中基因表达的平均时间归一化 log2 变化，两个生物重复 8 小时时间历程实验（黄色 = BTWT/SLMUT 相对表达的 log2 较高，蓝色 = 较低）。源数据作为源数据文件提供。

细菌和 Caco-2 细胞之间的脂质转移

在多形拟杆菌（Bacteroides thetaiotaomicron）VPI 5482 中缺失 SPT 可完全抑制 SL 的产生。在此，使用B. thetaiotaomicron（BTWT）和一株SPT失活的菌株（SLMUT），在整个细胞和OMVs（补充图2；见方法）中也显示出SL生产的消减，来评估Caco-2细胞对含有和不含SL的整个细菌细胞的反应。BTWT 和 SLMUT 均在添加棕榈酸炔（PAA；图 2a）的培养基中生长。使用 PAA（SL 合成的前体）是因为它可以在 B.thetaiotaomicron 中标记 SLs 而不会造成毒性。虽然两种菌株都能将 PAA 结合到复杂的脂质中，但在 BTWT 条件下看到的脂质转移效应是合成 SLs 的能力所特有的（图 2b）。将 B. thetaiotaomicron 菌株与 Caco-2 细胞一起置于透孔系统中（图 2c）。对于这两种菌株，炔基标记的脂质在 4 小时内转移到 Caco-2 细胞中（图 2f-g）。

Caco-2 细胞对 B. theta 和 SPT 缺失的反应

为了评估脂质转移对受体细胞的影响，比较了暴露于 BTWT 或 SLMUT 细胞的 Caco-2 细胞的转录组。在 8 小时的时间里，参与 SL 代谢的基因因处理方式的不同而受到不同的调控（对 107 个 SL 相关基因的靶向分析）。例如，与 SLMUT 相比，在与 BTWT 共同培养的 Caco-2 细胞中，鞘氨醇-1-磷酸受体基因 S1PR4 早期上调。S1PR4 是肠道微生物组产生的 N-酰基酰胺的受体，并被认为会对微生物组衍生的 SLs 产生反应25。与 SLMUT 相比，Caco-2 细胞对 BTWT 反应上调的其他编码 SL 处理途径中酶的基因包括鞘脂激酶（SPHK1）、鞘脂酶（SMPD2、SMPDL3B）和神经酰胺合成酶（CERS1）。SPHK1 参与将长链碱基鞘脂磷酸化为鞘脂-1-磷酸，SMPD2 和 SMPDL3B 参与将磷脂鞘脂水解为神经酰胺和磷酸胆碱3。CERS1 产生的神经酰胺具有 C18:0 的酰基链长度，这被证明会影响骨骼肌中与肥胖相关的 IR26。对暴露于 BTWT 和 SLMUT 的 Caco-2 细胞进行非靶向基因表达分析，发现了具有相似表达模式的基因簇，这些基因在依赖 SL 的宿主-微生物相互作用中可能具有重要但未确定的作用。在这种体外系统中，细菌细胞的 SL 生产能力决定了 Caco-2 细胞的基因表达反应，其方式与 SL 的感应和吸收相一致。

细菌SL转移到小鼠肠上皮细胞中

观察脂质从细菌细胞直接转移到宿主细胞的情况。给 5 周大的无菌（GF）Swiss-Webster（SW）小鼠口服了在 PAA 补充培养基（BTWT-PAA）中生长的 BTWT。在细菌细胞中很容易观察到 PAA 代谢物（图 2d），并从管腔转移到宿主肠道上皮组织（图 3a-c）。然而，尽管SLs可能包括在PAA标记的池中，但也可能包括其他代谢物。为了更具体地评估细菌SL是否转移到了肠道远端宿主组织，通过每天给无菌SW小鼠口服含Sa (d17:0)和Sa (d18:0)几乎等量的BTWT细胞，为期一周，并在一周内测量宿主组织中的SLs。在第 1 天和第 7 天，在 BTWT 处理的小鼠肝门静脉血液中测得的 Sa（d17:0）高于未处理的小鼠（图 3d）。这些结果证实，Bacteroides-SLs 可以从细菌细胞转运到肠道上皮细胞和肝门静脉。

a 无菌小鼠的小肠（SI）组织、b 口服 PAA（BTWT-PAA）3 小时后接种 BTWT 的无菌小鼠的 SI 组织，以及 c 每日灌胃 BTWT-PAA 5 天后无菌小鼠的 SI 组织的共聚焦显微镜观察。d 每日灌胃 BTWT 的无菌小鼠肝门静脉血液中经酸碱处理的鞘氨醇（d17:0）水平。e 盲肠鞘脂单元。f-j 分别为：f 回肠长链鞘氨醇基 SLs；g 回肠神经酰胺；h 肝二氢神经酰胺；i 肝神经酰胺；j 肝鞘磷脂。

无菌小鼠和常规小鼠的肝脏SLs

在发现乳杆菌衍生脂质可以进入宿主肠道组织后，接下来确定它们对宿主肝脏SLs水平的影响。无菌小鼠的 SL 代谢与定植小鼠不同，当小鼠定植标准微生物群后，SLs 代谢趋于正常。研究结果证实了：(i) 与常规饲养的小鼠相比，无菌小鼠的肝神经酰胺更高；(ii) 通过接种复合微生物群使无菌小鼠常规化，可使肝神经酰胺正常化。但肠道微生物群中的类杆菌属成员合成 SL 是否是肝脏 SL 变化的原因尚不清楚。

B. theta 的 SLs 生产能力影响肝脏 SLs 的水平

为了严格调节微生物群的SLs产量，用BTWT或SLMUT对4周大的GF SW小鼠进行了单结肠化，两者在小鼠盲肠中的定植水平相当。6 周后，与 SLMUT 和 GF 小鼠相比，BTWT 结肠化小鼠盲肠中由 BTWT 合成的三种长链碱基 SLs，即 Sa (d17:0)、15-甲基十六碳 Sa (m17:0) 和 Sa (d18:0)的水平显著升高（图 3e）。相比之下，BTWT 不合成的 So（d18:1）的水平在不同处理之间相似（图 3f）。在 SLMUT 小鼠中，盲肠二氢神经酰胺和具有较长酰基链（C22:0、C24:0、C24:1）的神经酰胺含量升高。因此，肠道微生物的鞘脂产生能力会影响盲肠中鞘脂的水平。

与肠腔中 SLs 单元（d18:0）的吸收和脱饱和一致，不饱和鞘氨醇（d18:1）的水平在 BTWT 小鼠回肠中最高（图 3f）。与 SLMUT- 和 GF- 小鼠相比，BTWT-小鼠回肠中的二氢神经酰胺（d18:0/18:1）和二氢神经酰胺（d18:0/24:0）也显著升高。此外，与 SLMUT 和 GF 小鼠相比，BTWT 小鼠回肠中的神经酰胺水平（d18:1/18:0、d18:1/20:0、d18:1/22:0、d18:1/24:0、d18:1/24:1）呈上升趋势（图 3g），而 GF 和 BTWT 小鼠回肠中的神经酰胺和SM（d18:1/16:0）较高（补充图 6F）。这些观察结果表明，SL 单元（Sa (d18:0)和 Sa (d17:0)）被肠上皮细胞从腔隙中吸收，并通过新的 SLs 合成途径进行代谢。宿主对这些细菌产物的感知也有可能引起宿主 SLs 代谢的变化。

在肠腔和肠道中观察到的 BTWT 和 SLMUT 处理之间的 SL 水平差异在肝脏中也很明显。与 SLMUT 小鼠相比，BTWT 小鼠肝脏中几种主要神经酰胺的二氢神经酰胺和神经酰胺水平明显更高。例如，与 SLMUT 和 GF 条件相比，BTWT 小鼠肝脏中的DHCer（d18:0/24:1）（图 3H）、Cer（d18:1/16:0）、Cer（d18:1/24:0）、Cer（d18:1/24:1）（图 3i）、SM（d18:1/16:0）和SM（d18:1/24:1）（图 3j）的含量均较高。与 GF 小鼠相比，BTWT 和 SLMUT 小鼠肝脏鞘脂升高。这些结果表明，肠道杆菌产生的鞘脂会影响肝脏神经酰胺的水平。

B. theta 降低肝脏 SLs 的从头生成率

如果肠道微生物组向肝脏提供SL，或者宿主感知到较高水平的SL，那么从头合成SL的速率可能会受到影响。为了评估这种可能性，让小鼠（5 周大的雌性 SW）食用已知会增加肝脏脂肪生成的食物（无脂肪酸或 FAF），然后口服 BTWT、SLMUT 或药物对照 2 天。不出所料，与对照组（饲养员饲料；补充图 7）相比，在食用无脂肪酸饲料 3 周后，肝脏从头合成 SL 的水平升高。BTWT 处理与最高的肝神经酰胺水平有关（图 4a）。二氢神经酰胺与神经酰胺的比率表明，与 SLMUT 和车辆对照组相比，BTWT 中最丰富的神经酰胺（d18:1/24:1）合成减少（图 4b）。这些结果表明，当给小鼠喂食缺乏 SLs 的食物时，肠道细菌可作为脂质的内源性来源，或以某种方式发出信号，从而降低 SLs 的新合成率。

a. 小鼠肝神经酰胺在饲养者饮食或无脂肪酸（FA）饮食中的含量，后者可刺激肝脏从头SL合成。使用无脂肪酸饮食的小鼠灌胃 PBS（对照组）、BTWT 或 SLMUT。b. 肝脏二氢神经酰胺（DHCer）与神经酰胺（Cer）比率（d18:1/24:1）。

B. theta 和 SPT-突变体在IR模型中影响肝神经酰胺的水平

细菌 SLs 与宿主神经酰胺代谢的结合可对宿主代谢产生广泛影响。肝神经酰胺水平的升高有可能影响宿主的胰岛素敏感性。因此，假设 BT WT 可能会在与 IR 有关的肥胖条件下导致肝神经酰胺升高。选择使用一种成熟的 IR 小鼠模型来探讨这种可能性：以高脂肪饮食喂养的 C57BL/6J 小鼠。给常规饲养的 C57BL/6J 小鼠口服 BTWT 或 SLMUT 7 天，然后改用高脂饮食，每天灌胃 7 天，并在此后的 21 天中一直维持高脂饮食。然后将小鼠改回饲料喂养 9 天，以减少高脂饮食本身的影响，同时每天灌胃细菌细胞。与之前的观察结果一致，与 SLMUT 小鼠相比，BTWT 小鼠肝脏中的Cer（d18:1/16:0）和Cer（d18:1/18:0）（图 5a）、鞘氨醇（d18:0）、鞘氨醇（d18:1）（图 5b）和二氢神经酰胺（d18:0/18:1）（补充图 8a）含量更高；鞘脂含量相当（补充图 8b）。这些结果与口服 SL 生产者 Prevotella copri（普雷沃氏菌）和Bacteroides fragilis（脆弱拟杆菌）会增加小鼠 IR 的研究结果一致。总体而言，这些研究结果支持细菌衍生的 SLs 可影响宿主新陈代谢的观点。

柱图表示BTWT 处理小鼠（黑条）和 SLMUT 处理小鼠（白条）的 (a) 肝神经酰胺和 (b) 肝鞘脂基的平均的差异。

嗜酸乳杆菌产生的嗜酸乳杆菌素有可能调节肝脏中生物活性脂质的水平。肠道上皮细胞能感知细菌 SLs 的存在并做出反应，而且这些 SLs 可通过哺乳动物 SLs 途径进行代谢。虽然能在小鼠门静脉中检测到细菌（C17）SLs，但在肝脏中却检测不到。这意味着，在宿主体内，细菌性 SLs 可能会被降解，脂肪酸会被循环利用。小鼠会根据肠道细菌的可溶性膳食纤维产生能力来调整肝脏可溶性膳食纤维的从头生产，这表明肠道细菌可以增加宿主可利用的可溶性膳食纤维库。因此，肠道细菌是可溶性膳食纤维的内源性来源，与膳食来源的可溶性膳食纤维类似，可向宿主提供可溶性膳食纤维并影响肝脏的可溶性膳食纤维库。

参考文献

Johnson, E.L., Heaver, S.L., Waters, J.L. et al. Sphingolipids produced by gut bacteria enter host metabolic pathways impacting ceramide levels. Nat Commun 11, 2471 (2020). https://doi.org/10.1038/s41467-020-16274-w

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来源：健康长寿之道